UCMSC的可塑性是指在特定的环境条件下，该类细胞可以被诱导向多种组织类型的成熟细胞分化，甚至可以跨胚层分化为3个胚层来源的组织细胞（图3-2）。传统观点认为，成体干细胞只能向所在组织类型的成熟细胞分化，不能跨胚层分化成其他类型的功能细胞。随着干细胞研究技术的发展，越来越多的证据表明，不同成体组织来源的干细胞不仅在其特定组织中分化为相应组织类型的成熟细胞，而且在体内外的合适环境条件下可打破胚层限制向无关类型的组织细胞分化，其分化方向取决于所处的组织微环境条件和诱导培养中的关键性诱导因子。成体干细胞可以跨胚层分化是干细胞研究领域的重大理论突破，是对传统观念的颠覆性改变。在这一新理论的指引下，人们对UCMSC的分化潜能进行了大量研究，发现该细胞在脐带组织中主要功能是组成脐带中的血管外组织和分泌胶原等保护脐带血管，而在体外分离培养获得的UCMSC则可以随所处环境条件的变化而改变分化方向，可被诱导向多种组织类型的成熟细胞分化。诱导UCMSC的策略主要有：①改变体外培养条件可以按照研究者的意愿诱导UCMSC向某一特定类型的功能细胞分化，主要方法包括在体外培养系统中添加一些细胞因子、化学诱导剂等；②将UCMSC与成熟细胞一起培养可诱导其向相应类型的成熟细胞方向分化；③导入特定的外源基因，若把某种细胞类型的关键基因或决定基因导入UCMSC，可使其分化为特定类型的成熟细胞，但这种方法首先要找到特定组织的特异性关键基因，同时还要考虑导入基因插入到正确的位置，不引起遗传特性的改变。UCMSC之所以受到高度重视和对其开展广泛研究，其原因就在于它的可塑性，人们可以利用UCMSC的这一特性，根据组织修复与再生需要，在体外生产出各种各样适合临床疾病治疗需要的功能细胞或生物活性材料，甚至是组织器官，用于治疗损伤、退变类疾病。

UCMSC多向分化潜能分析不仅是研究其功能的基本方法，也是评价其质量的重要指标之一。干细胞的多向分化潜能是指在不同的生长环境诱导下可以被诱导分化为两种以上不同组织类型的成熟细胞。在诸多的研究报告中，评价UCMSC的分化能力的方法和指标是在培养体系中添加诱导因子，观察其成骨、成脂、成神经的能力。实际上UCMSC具有向3个胚层组织细胞分化的潜能已经得到证实，在评价其分化潜能的指标选择上应充分考虑涵盖3个胚层来源组织的细胞类型，同时也要考虑诱导技术的成熟性和稳定性。3个胚层来源组织器官：①外胚层包括：神经系统、视网膜、虹膜肌、晶状体、内耳上皮、皮肤的表皮及毛发、皮肤腺等衍生物、感觉器官；②中胚层包括：肌肉、骨骼、软骨、结缔组织、脂肪组织、真皮、循环系统、气管和消化道的管壁（不含上皮）、肌腱、韧带、大部分排泄器官、体腔膜、生殖器官等；③内胚层包括：消化道和呼吸道的上皮、肺、肝、胆、胰、甲状腺、胸腺、泌尿系统膀胱的大部尿道和附属腺体的上皮等。UCMSC可塑性的重要意义在于根据其分化特性、诱导分化的特定微环境条件等，利用UCMSC、诱导后的细胞或以UCMSC为基础构建的组织器官修复上述组织的损伤和退变。诱导UCMSC分化的方法主要有：①体内组织微环境诱导：将UCMSC注射到体内特定的组织微环境中，利用特定的组织微环境中的诱导因子（细胞与细胞接触、细胞因子作用、细胞外基质等）定向诱导其向特定组织类型的功能细胞分化。在临床上，可利用这种方法，直接将UCMSC移植到某些损伤组织中，UCMSC在组织微环境诱导下直接参与组织损伤修复。②导入特定基因诱导：利用基因重组技术，将某些特定基因与慢病毒、反转录病毒、腺病毒等基因载体重组，然后将重组载体与UCMSC共培养，利用载体将基因导入UCMSC，通过导入基因表达特定蛋白来诱导UCMSC定向分化为功能细胞。这种方法技术复杂，成本高，但诱导效率高，适于大规模诱导制备UCMSC来源的功能细胞。③细胞因子诱导：在UCMSC扩增培养体系中添加特定的细胞因子或细胞因子组合，可定向诱导UCMSC分化为某些功能细胞，例如添加肝细胞生长因子诱导向肝样细胞分化，添加神经生长因子诱导向神经细胞分化等。④化学物质诱导：许多研究报道证实，在体外培养体系中加入某些化学物质可以诱导UCMSC定向分化，例如添加维A酸可诱导向神经元细胞分化，添加5-氮杂胞甘可诱导向心肌样细胞分化，添加尼克酰胺诱导向胰岛样细胞分化等。⑤组织提取物诱导：将某些组织经机械粉碎、超声破碎或反复冻融使组织细胞释放出细胞因子后，提取其上清液并添加到体外培养系统中，可诱导UCMSC定向分化为相应组织中的功能细胞，例如神经提取液诱导向神经细胞分化、胰腺提取液诱导向胰岛素分泌细胞分化，肝细胞提取液诱导向肝样细胞分化等。⑥多因素联合诱导：在体外培养体系中添加细胞因子、化学诱导物和生长因子等，可提高诱导效率，例如在添加神经组织提取液的基础上再添加微甲酸可提高UCMSC向神经分化的细胞比例。在体外诱导培养过程中，UCMSC的生长与分化是不可调和的矛盾，在通常条件下，一般还要加入表皮细胞生长因子、碱性成纤维细胞生长因子等，以维持或促进UCMSC的活性。⑦细胞共培养诱导：将UCMSC与组织或功能细胞共培养也可诱导UCMSC向相应类型的成熟细胞分化，例如将UCMSC与胰岛细胞置于同一培养系统中联合培养可诱导UCMSC向胰岛细胞分化，与机械性急性损伤后的肝组织联合培养可诱导向肝样细胞分化。⑧早期胚胎嵌合诱导：将UCMSC注射到培育早期的胚胎组织之中，UCMSC可随胚胎发育进入多种组织器官中并分化为相应组织类型的成熟细胞，例如将UCMSC注射到大鼠的内细胞团中，可在该胚胎发育的新生鼠胸腺、肝、肾、肺、皮肤等组织中检测到外源性UCMSC的分布和分化。在B超等影像引导下，将UCMSC注射到发育3个月的猕猴左侧肾组织中，在其发育出生后的新生猴的右肾、肺、肝等组织可检测到标记UCMSC的分布和分化，说明UCMSC在动物胚胎期注入特定组织中的UCMSC可迁移、分布于其他组织并伴随相应组织生长和分化。关于UCMSC的体外诱导分化方法的研究报道甚多，但不同实验室采用相同方法诱导UCMSC分化的结果不尽一致，且尚未建立规模化的稳定性、重复性好的高效、简便、低成本方法，也缺乏统一的技术规范和评价标准。因此，涉及UCMSC的定向诱导分化及应用还需要深入研究并找到更为稳定、高效的技术方法，尤其是不会引起遗传变异的可靠方法。

在体外培养条件下，利用基础培养基添加胎牛血清的培养体系对UCMSC进行长期传代培养，它可能逐渐老化、死亡或自动分化为脂肪细胞，在细胞质内出现大量的脂肪滴，这种现象至少说明UCMSC可以分化为脂肪细胞。在体外培养系统中添加胰岛素、地塞米松、吲哚美辛和异丁基黄嘌呤等也可将UCMSC诱导成脂肪细胞，可见细胞内脂滴形成和油红O染色呈红色。在UCMSC定向诱导分化研究中，向神经分化是研究较多，技术相对成熟的方向之一。在培养体系中添加神经细胞裂解液、神经生长因子、全反式维A酸、EGF、bFGF、脑源性神经营养因子（BNDF）、Forkolin等可定向诱导UCMSC分化为神经元样细胞，培养过程中可观察到大部分细胞体积缩小，有神经样突起，胞体增大，折光性增强，免疫组化染色和RT-PCR分析证明，诱导后的细胞表达NF-M、MAP2等神经元细胞的标志分子，表明诱导后的细胞在形态、免疫表型和基因表达模式上符合神经原细胞的基本标准。如果在培养体系中只添加EGF、bFGF两种生长因子进行诱导培养，细胞体积会逐渐变小，3天细胞聚集成大小不等的细胞簇，有少量细胞仍然贴壁生长。随着培养时间的延长，细胞簇继续增大并脱离瓶底形成飘浮于培养液中的细胞球，形态规则，折光性强，类似于从脑组织中分离培养获得的典型的神经球，这种细胞球生长迅速，20天左右可以见到大量神经球样细胞团。对神经球进行免疫组化染色和RT-PCR检测相关基因转录情况发现，诱导后的细胞表达Nestin、NeuroD1等神经干细胞的标志分子。同样，一些化合物联合生长因子也可以诱导UCMSC分化为神经胶质细胞样细胞并表达相关的标志分子。综合国内外的相关研究报道，在体外培养条件下，通过添加细胞生长因子和诱导因子可以将UCMSC诱导分化成典型的神经干细胞、神经元样细胞和神经胶质细胞样细胞。关于转基因诱导UCMSC向神经细胞分化的研究报道较少，但从对其他干细胞的转基因诱导结果分析看，将神经营养因子（BNDF）基因导入骨髓干细胞可使其分化为神经元样细胞，特定基因导入UCMSC同样也可以诱导其分化为神经细胞。随着现代分子生物技术的发展，利用基因修饰、RNA干扰、基因编辑等技术诱导UCMSC向神经细胞高效分化将成为现实。

将UCMSC诱导分化为骨细胞并用于修复骨缺损一直是人们追求的目标，国内外学者开展了采用细胞因子、化合物、天然活性物质等单独或组合诱导UCMSC向骨细胞分化的研究，建立了一些实验室小规模诱导技术，但不同实验室采用的方法有所不同，获得的结果也不尽一致。关于定向诱导UCMSC、骨髓MSC分化为成骨细胞、软骨细胞、骨细胞的研究报道较多，但分化为破骨细胞的研究较少。UCMSC在软骨诱导培养基诱导培养后具有软骨细胞的特性，阿辛利兰染色发现细胞外基质富含软骨糖蛋白，免疫组织化学染色发现细胞外基质富含Ⅱ型胶原（COL2）。从华尔通胶中分离获得的UCMSC具有向软骨自然分化的特点，在不加诱导剂进行诱导的情况下长期培养之后，部分细胞自动分化为形态特点和表达软骨细胞标志分子的软骨细胞样细胞，且在相同的培养条件下UCMSC向软骨分化的倾向比BM-MSC更明显。脐带的华尔通胶中富含透明质酸和Ⅱ型胶原，两者由基质干细胞分泌，是透明软骨的重要基质，因而可以认为华尔通胶中的UCMSC是具有前软骨细胞特性的干细胞。利用无血清培养添加地塞米松、丙酮酸钠、TGF-β、胰岛素、转铁蛋白等组合诱导培养10天，UCMSC可转化为甲苯胺蓝染色阳性的细胞，进一步进行Ⅱ型胶原免疫组化染色呈强阳性，原位杂交检测有Ⅱ型胶原mRNA的表达，证明诱导后细胞具有软骨细胞的主要特点。在含10%胎牛血清的DMEM/F12培养基中添加地塞米松、β-磷酸甘油、抗坏血酸等培养1周后可见细小的钙化结节，随着培养时间的延长，钙化结节逐渐增多，培养10天后用冯库萨染色可见黑色结节。在体外培养条件下，不用加入诱导因子，仅将骨形成蛋白9（BMP9）基因导入UCMSC后进行培养观察，发现培养7天左右即呈碱性磷酸酶（ALP）染色阳性，继续至14天左右时骨钙素（OCN）、骨桥蛋白表达量显著上升，到21天时出现明显的矿化结节。将诱导后的细胞注射到裸鼠皮下后，发现可形成异位骨组织，其中含有骨基质和骨小梁，说明体外诱导后的骨样细胞具有成骨作用，这一研究结果为UCMSC用于构建骨组织和修复骨缺损奠定了基础。将体外培养的UCMSC接种于由透明质酸、甲壳素和羟基磷灰石组织的多孔复合支架材料上，经光学显微镜和扫描电镜观察证实细胞生长良好后，直接将复合了UCMSC的材料移植于骨缺损组织中，半年后取材观察，发现这种材料移植后支架材料基本降解，有新的骨组织形成，力学性能和组织结构类似正常的骨组织，而未复合UCMSC的支架材料对照组仅见有肌腱样组织形成，缺乏骨组织结构。结果表明，UCMSC与生物材料复合后在体内可完美修复骨损伤，说明UCMSC在体内外合适的环境条件下均可向骨细胞分化和成骨，结果为大段骨缺损的修复治疗提供了新的思路。

在诱导UCMSC定向分化为胰岛素分泌细胞的研究中，采用酶消化获得的UCMSC经体外纯化、鉴定、传代扩增后，利用含10%胎牛血清的DMEM高糖（25mmol/L）培养基添加烟酰胺、成纤维细胞生长因子进行诱导培养，在倒置显微镜下可见细胞聚团，β细胞特异性二硫腙染色呈强阳性，细胞内胰岛素免疫组化染色阳性，培养上清中可检测到胰岛素和C肽，表明UCMSC被定向诱导分化为胰岛样细胞，具有胰岛细胞的特征和功能。在采用胰岛细胞共培养的诱导体系研究中，将UCMSC接种到6孔Transwell塑料培养板的底部进行传代培养到90%的细胞融合，然后分离大鼠的胰岛细胞团，以50个细胞/孔的密度接种于Transwell培养孔的insert中进行诱导和培养观察，共培养3天左右，可见细胞周边突起边短，细胞呈椭圆形，7天左右可见细胞聚团，有散在的半悬浮细胞团出现，此时用二硫腙染色呈红色，胰岛细胞的早期标志物PDX-1免疫组化染色呈阳性，说明已经向胰岛细胞分化。继续培养到第10天时，细胞团块变小，形态呈松散不规则。培养到第14天时，细胞团进一步收缩，细胞团减少，但采用放射免疫法检测培养上清中的胰岛素和C肽含量，从第7天开始呈逐渐递增趋势，表明诱导过程中的胰岛样细胞经过了前体细胞阶段而逐渐成熟。将体外诱导后的上述细胞移植于动物模型的肝内或皮下，可有效替代胰岛细胞而发挥糖尿病治疗作用。由于胰岛细胞数量减少或分泌功能降低导致的糖尿病患者数量呈逐年递增趋势，将UCMSC诱导成胰岛素分泌细胞可能成为糖尿病治疗的有效手段，但涉及临床治疗还需要进一步解决诱导方法和效率、疗效和安全性等问题。

将UCMSC置于含有20μg/L、碱性成纤维细胞生长因子10μg/L、制瘤素20μg/L和10%胎牛血清的DMEM/F12培养基中诱导培养18天，在诱导培养过程中动态观察细胞形态学、基因表达、细胞表型、功能等指标的变化。结果发现，诱导培养12~14天，细胞形态变为多边形、椭圆形或圆形，可见到少量悬浮的圆形细胞，16~18天时呈多边形和类原型上皮细胞样细胞。采用免疫组化染色和酶联免疫（ELISA）分析发现，甲胎蛋白表达水平在诱导第7天时达到最高峰，之后逐渐下降，18天后消失。采用免疫组化染色发现，角蛋白18、白蛋白在诱导培养后14天呈阳性，18天时呈强阳性。采用PAS法染色发现，诱导18天后的细胞PAS阳性染色物呈红色颗粒或弥散状分布于胞质内。结果表明：①UCMSC诱导分化为形态特征、表型标志符合肝细胞特点的肝样细胞；②诱导获得的肝样细胞具有分泌白蛋白和合成糖原的功能：③体外诱导过程模拟了体内干细胞向肝细胞分化的渐进过程，表现为甲胎蛋白表达逐渐减少，而白蛋白、角蛋白18等功能分子表达逐渐增加。将UCMSC置于含有肝组织匀浆液100g/L、10%胎牛血清的DMEM/F12培养基中诱导培养，证实肝组织匀浆液，甚至是来自纤维化的肝组织匀浆液均可诱导UCMSC分化为肝样细胞，表现为CK18、白蛋白染色阳性，表型标志和形态学变化类似肝脏细胞。与肝细胞共培养法也可诱导UCMSC定向分化为肝样细胞，呈现肝细胞的表型和功能。将肝细胞生长因子基因导入UCMSC后，在体外培养条件下可自动分化为肝样细胞，说明导入基因表达肝细胞因子并诱导了UCMSC向肝细胞分化。这些证据说明了UCMSC具备向肝细胞分化的潜能，结果为肝细胞替代治疗、肝脏再生和人工肝等技术发展提供了新的材料来源，随着诱导方法的不断改进和完善，在体外大规模诱导培养UCMSC来源的肝细胞将成为可能，再生肝脏功能和使终末期肝病患者的生存带来新的希望。

除了上述这些诱导UCMSC定向分化技术外，诱导UCMSC向生殖细胞、心肌细胞、造血细胞、施万细胞、血管内皮细胞、汗腺细胞、成纤维细胞、皮肤上皮细胞等功能细胞分化的研究也有报道，虽然这些研究只是初步尝试，但充分展示了UCMSC的巨大分化潜能，为UCMSC的发育生物研究及定向分化方法及机制探讨开辟了前所未有的新方向。关于UCMSC体内外诱导分化的研究至少提示以下问题：①UCMSC具有高度的可塑性，除了难以发育为完整个体或器官以外，似乎可以被诱导分化为3个胚层来源的大部分组织类型的功能细胞，一些尚未报道的分化方向尚待进一步探索；②根据其分化潜能、基因表达谱和免疫表型，在发育阶段上，UCMSC可能是处于胚胎干细胞和成体干细胞之间的一种有别于两种干细胞的新型干细胞；③诱导UCMSC定向分化的方法多种多样，尚缺乏统一的技术规范和标准，还不能大规模获取诱导后的功能细胞，因此还难以对其进行质量控制、安全性评价，一些疗效评价研究也只限于现象观察，还需要深入研究诱导分化技术及机制，涉及临床应用还需要进行大量临床前研究；④UCMSC的可塑性展示了在临床上可用于损伤、退变类疾病治疗的前景，在策略上可定位或系统移植UCMSC，利用其迁移、归巢和分化特性自己寻找需要修复的组织并发挥作用，也可定向诱导分化为特定的功能细胞后再移植到损伤组织中去参与或促进损伤修复，还可以与生物材料结合培育成组织或器官后再进行移植替代损伤组织。总之，对于UCMSC可塑性的认识是干细胞研究中的重大技术和理论突破，新的理论认识将引导UCMSC的研究方向和技术发展，研发出符合临床治疗要求的UCMSC细胞产品和替代修复材料。

UCMSC的显著特征包括自我更新能力、定向诱导分化为多种类型细胞的潜能和良好的免疫调节功能三个方面。UCMSC的自我更新能力是其在体外扩增培养系统中具有强大生长能力的基础，具有可塑性是诱导分化和临床应用的前提条件，良好的免疫调节功能及低免疫原性是UCMSC应用于疾病治疗的优势。利用自我更新和增殖能力建立体外高效扩增技术体系并获得足够数量的UCMSC是开展诱导分化及机制研究，实现临床应用的关键，因为没有足够数量的标准化UCMSC，可塑性研究与应用就无从谈起。在体外培养系统中，UCMSC的增殖和分化受到内源性和外源性两个方向的多种因素的共同调节。内源性调节是指不同基因阵列在一定时间、空间的开启与关闭及转录因子的表达模式调节，涉及不同基因的修饰模式的改变和转录水平、转录后的RNA剪切差异等，也涉及蛋白表达水平的结构与功能调节，是一个相对复杂的细胞外信号转导、基因修饰、基因开放与关闭、转录与表达的系统性联动过程。外源性调控因素是指细胞外的物理、化学因素，细胞与细胞之间的接触、细胞外基质、细胞因子及其他因子介导信号的分化诱导、分化抑制作用。实际上，外源性因素也是通过影响内源性因素而对UCMSC的增殖与分化发挥作用，其中任何环节和因素的变化都会导致UCMSC的生长能力和分化方向变化。

从受精卵的发育、胚胎干细胞的分化、组织器官的形成到生命的诞生、组织细胞的生长与分化和衰老死亡的整个生命过程中，无时、无处不伴有内源性基因表达模式的调控与变化。在每一个成年人体内，分布于不同器官、不同组织中的各种分化成熟的功能细胞，在形态特征、表型标志、细胞结构和功能上千差万别，但其基因结构和组成是完全一致的，这种不同类型细胞出现差异的原因在于细胞内基因开放与关闭模式不同，是基因陈列表达谱和表达水平差异的结果。因此，从基因水平上分析，UCMSC分化的本质是相关基因的表达与调控。在基因结构恒定的基础上，在特定的时间、空间中，细胞内究竟哪些基因开放，哪些基因关闭，取决于基因修饰模式的变化。人们把基因结构上的差异导致的人群或个体差异称之为遗传学，而基因结构相同但基因修饰与表达模式不同导致细胞结构与功能差异称之为表观遗传学，其中包括基因的甲基化修饰、磷酸化修饰、组蛋白修饰、染色体重塑等。因此，UCMSC的增殖与分化调控实际上是表观遗传调控。细胞的增殖与分化可能还涉及染色体重塑，但所有因素一般都不引起基因结构改变。如果一些毒性物质、放射线照射导致基因结构改变，则不仅引起基因表达模式的变化，而且可能引起细胞死亡或恶性生长。胚胎干细胞、成体干细胞、成熟细胞之间的差异实质上也是基因的表观遗传修饰差异导致不同基因开放与关闭的结果。在胚胎干细胞中，SOX2、OCT4/3、AFP、SSEA、c-Myc、Klf4等胚胎发育早期的相关基因处于开放表达状态，而谱系分化相关基因则处于关闭状态。在成体干细胞中，不同组织来源的干细胞之间，其基因开放与关闭阵列有较大差异，且既不同于胚胎干细胞，也不同于成熟的组织细胞，既有发育早期相关的基因表达，也有谱系分化相关的基因开放表达。在成体组织的各种成熟细胞中，胚胎发育早期的相关基因处于关闭状态，而各种谱系分化相关基因处于开放状态。以此推断，改变UCMSC的基因表达谱就有可能改变分化状态，将肝细胞生长因子基因导入UCMSC，使其表达水平显著提高即可诱导UCMASC向肝细胞分化，将神经生长因子导入UCMSC同样可以诱导其分化为神经细胞。另外，将SOX2、OCT4/3等转录因子基因导入UCMSC可使其转化为胚胎干细胞样细胞。在处于分化过程中或已经分化定型的细胞中，一些基因的表达可以抑制另外一些的表达，因此人体内成体干细胞分化方向和成熟组织细胞的表型和功能是相对恒定的，而不是杂乱无章的，如果打破某个细胞的谱系基因表达型，该细胞的表型和功能就会发生相应变化。体细胞重编程和诱导性干细胞技术的发展正是利用改变细胞的谱系基因表达型和诱使胚胎发育早期基因开放表达的结果。从表观遗传调控的角度分析，不仅仅是干细胞的分化方向可以通过调控基因表达模式来实现，改变成体细胞的基因表达模式同样可以使一种成体组织细胞转化为功能和表型完全不同的另一种细胞，例如将皮肤成纤维细胞转化为神经细胞，将淋巴细胞转化为肌肉细胞等。总之，UCMSC增殖与分化的内源性调控包括遗传基因表达和表观遗传调控两个方面，本质是基因表达模式的调控，当然在转录水平的RNA干扰和剪切、外源基因的导入，同样可以改变细胞的基因表达型和细胞的表型及功能。

UCMSC分化的外源性调控是指其处于不同时间和空间中，诱导不同基因开放与关闭，诱导细胞分化与分化抑制的细胞外信号因素，包括细胞与细胞之间、细胞与细胞外基质、细胞因子、内分泌激素、物理和化学因素等。从理论上讲，在特定的组织微环境中或体外培养条件下，细胞外的任何因素变化都有可能引起遗传基因时空表达模式改变。在体内的损伤组织中，移植于损伤组织中的UCMSC是否能够向相应组织类型的功能细胞分化和整合于组织之中，取决于组织损伤导致细胞因子释放、炎性细胞的浸润与接触、UCMSC与组织细胞的相互作用、应激反应性激素及细胞破坏产物的作用等。细胞外物质的介导作用可分为近距离的细胞与细胞接触、细胞与细胞周围成分的相互作用和远距离的内分泌激素、细胞因子两大类。这些因素中可能有起关键作用的因素，也有起协同、辅助作用的因素，也可能有相互抑制的因素，UCMSC的最终分化方向可能是多种因素共同作用的结果，因此，利用UCMSC进行损伤修复治疗应充分考虑组织微环境因素对UCMSC分化的调控因素，选择合适的时机和方法。在体外培养条件下，UCMSC的增殖与分化受营养成分、添加因子、血清、温度、酸碱度、细胞代谢产物、光照、空气组成、射线、细胞与细胞间的接触等因素的影响。因此，选择适于UCMSC生长的基础培养基、添加合适的血清和因子是进行体外扩增和定向诱导分化的关键。在体外培养系统中很难做到让UCMSC维持“干性”和不分化状态而高速增殖，因此需要在培养体系中添加一些维持其“干性”的干细胞因子和促进生长的生长因子等。在稳定的体外培养体系中定向诱导UCMSC向特定类型的组织细胞分化时，选择添加诱导因子极为关键，可能有多种因子可以诱导向同一类型的细胞分化，但作用方式、信号转导通路可能不一样，添加浓度和作用强度直接影响诱导效率，因此需要筛选、摸索建立相对稳定、高效的技术方案。诱导UCMSC定向分化的添加因子选择应充分考虑模拟体内相应组织类型的微环境条件，例如诱导向干细胞分化应选择肝组织微环境中的关键因子，而诱导向神经分化则重点考虑神经生长的关键性因子等。

分化抑制也是UCMSC分化的重要外源性调控因素，在胚胎发育过程中，完成分化的细胞会产生抑制素，抑制邻近细胞进行同类分化，这种作用称为分化抑制。对于UCMSC，将其与肝细胞、神经细胞、胰岛细胞置于同一培养体系中共培养，可以诱导向相应类型的细胞分化，说明这些细胞分泌的某些诱导因子可能起到了关键作用，至于是否有抑制素干扰及干扰强度有多大还需要进一步证实。从国内外的诸多研究报道看，UCMSC似乎具有“入乡随俗”“在什么山上唱什么歌”“客随主便”的特点，将其移植到肌肉细胞中就向肌肉细胞分化，将其移植到神经组织就分化为神经细胞。在体外培养条件下也同样如此，与肝细胞共培养就分化为肝细胞。

总之，UCMSC分化与抑制分化的外源性调控因素很多，但分化是其主流因素，也是UCMSC的特性所在，维持不分化进行增殖培养需要添加外源性促生长和维持因子，而分化则是自然现象和发展方向，至于向什么方向分化则取决于外源性关键因子的调控作用。外源性调控因素是诱因，外源性因素要通过内源性调控因素发挥作用，最终是通过影响遗传基因的表观遗传修饰和改变基因表达模式来调控UCSMC的分化。研究UCMSC分化的调控因素，弄清其调控机制是UCMSC转化应用的基础，利用关键性调控因素可以找到一些定向诱导UCMSC分化的关键因子，建立高效的体外诱导培养体系，生产出临床需要的各种功能细胞，利用UCMSC分化的调控机制可以根据组织损伤的类型和特点建立相应的移植治疗和损伤修复方法。